Vorbereitung der primären Neuronenkultur

Die Versuchsprotokolle zur Entnahme von Tiergewebe wurden vom Veterinäramt des Kantons Basel-Stadt gemäß den schweizerischen Tierschutzgesetzen genehmigt und in Übereinstimmung mit den genehmigten Richtlinien durchgeführt. HD-MEA-Chips oder Glasdeckgläser wurden 70 Minuten lang in 60 % Ethanol sterilisiert und mit sterilem entionisiertem Wasser unter laminarem Luftstrom gewaschen. Das Elektrodenarray oder die Deckgläser wurden dann 10 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 0.05 µl 40 % (v/v) Poly(ethylenimin) (Sigma-Aldrich) in Boratpuffer (Thermo Fisher Scientific) behandelt und anschließend mit entionisiertem Wasser gewaschen durch Inkubation mit 8 µl 0.02 mg ml^-1 Laminin (Sigma-Aldrich) in neurobasalem (NB) Medium (Gibco) für 30 Minuten bei 37 °C. E-18-Wistar-Rattenembryonen wurden in eiskaltem HBSS (Gibco) präpariert, um ihre Kortizes zu entnehmen, die dann in 0.25 % Trypsin-EDTA (Gibco) dissoziiert wurden. Die dissoziierten kortikalen Zellen wurden vorsichtig verrieben und durch ein 0.45-µm-Sieb filtriert, um einzelne Zellen zu erhalten. Die Zelldichte wurde geschätzt und 10 µl von 3,000 Zellen µl^-1 Lösung wurde auf die Elektrodenanordnung plattiert. Den Zellen wurde ermöglicht, sich an die Arrays anzuheften, indem die Chips 37 Minuten lang bei 40 °C inkubiert wurden, bevor 2 ml NB-Plattierungsmedium hinzugefügt wurden. NB-Plattierungsmedium wurde durch Zugabe von 50 ml Pferdeserum (HyClone), 1.25 ml Glutamax (Invitrogen) und 10 ml B-27 (Invitrogen) zu 450 ml Neurobasal (Gibco) hergestellt. Die HD-MEA-Chips wurden in einem Zellkultur-Inkubator bei 37 °C und 5 % CO aufbewahrt₂. Nach 3 Tagen wurden die Zellen in serumfreiem NB-Plattierungsmedium bis zu DIV 20 kultiviert, indem alle 50 Tage 3 % des Kulturmediums durch frisches NB-Plattierungsmedium ausgetauscht wurden. Alle Experimente, mit Ausnahme der in Abb. gezeigten Daten. 1iwurden zwischen DIV 14 und 16 durchgeführt, da die Zellen während des Wachstums unterschiedliche mechanische Eigenschaften zeigten¹¹. Die Experimente für die in Abb. 1i wurden zwischen DIV 22 und 24 gesammelt, als die neuronalen Netzwerke synchrone Burst-Aktivität zeigten.

Vorbereitung von Kleinhirnscheiben

Wildtyp-Mäuse (postnataler Tag 14 C57BL/6Rj, Janvier Labs) wurden unter Isofluran-Anästhesie enthauptet; Ihre Gehirne wurden entfernt und in eiskaltes Carbogen-Blasenwasser (95 % O) getaucht₂ + 5 % CO₂) künstliche Liquorlösung (aCSF). Sagittale Kleinhirnscheiben von ~350 µm wurden mit einem Vibratom (VT1200S, Leica) erhalten. Alle Scheiben wurden bis zur Verwendung in aCSF bei Raumtemperatur aufbewahrt. Das aCSF bestand aus 125 mM NaCl, 2.5 mM KCl und 2 mM CaCl₂1 mM MgCl₂, 25 mM Glucose, 1.25 mM NaH₂PO₄ und 25 mM NaHCO₃. Das Elektrodenarray der HD-MEA-Chips wurde dann 10 Minuten lang bei Raumtemperatur mit 0.05 µl 40 % (v/v) Poly(ethylenimin) (Sigma-Aldrich) in Boratpuffer (Thermo Fisher Scientific) behandelt und mit entionisiertem Wasser gewaschen Wasser, gefolgt von einer Inkubation mit 8 µl 0.02 mg ml^-1 Laminin (Sigma-Aldrich) in Neurobasalmedium (Gibco) für 30 Minuten bei 37 °C. Überschüssiges Laminin wurde nach der Inkubation abpipettiert und man ließ die Anordnung trocknen. Anschließend wurde die Kleinhirnscheibe mit einer abgeschnittenen Pipettenspitze vorsichtig auf das Elektrodenarray gelegt, um Schäden durch Scherkräfte beim Pipettieren zu vermeiden (ergänzende Abbildung). 13). Eine speziell angefertigte 2-mm-Harfe wurde auf den Gewebeschnitt gelegt, um den Gewebeschnitt zu immobilisieren. Anschließend wurden die Gewebeschnitte durch vorsichtiges tropfenweises Zugeben in aCSF eingetaucht. Anschließend ließ man den in aCSF eingetauchten immobilisierten Gewebeschnitt 30 Minuten lang an der Elektrodenanordnung haften. Kurz vor der Aufnahme wurde die Harfe entfernt und der AFM-Kopf auf dem HD-MEA-Chip montiert. Das Gewebe wurde kontinuierlich mit aCSF mit Carbogen-Blasen durchströmt, um die Lebensfähigkeit und Aktivität der Zellen aufrechtzuerhalten.

HD-MEA-Aufbau

HD-MEA-Chips auf der Basis von Komplementärmetalloxidhalbleitern (CMOS) mit 26,400 Elektroden (17.5 µm Abstand) innerhalb einer gesamten Erfassungsfläche von 3.85 × 2.10 mm² wurden verwendet²⁵. Die Chips wurden in einer kommerziellen Gießerei hergestellt und im eigenen Haus nachbearbeitet und verpackt (ergänzende Abbildung). 1b). Auf die Chips wurden transparente Polycarbonatringe (GB Plex) mit 4 cm Durchmesser geklebt und die Drahtbonds mit biokompatiblem dunklem Epoxidharz (EPO-TEK 353 ND) verkapselt. Die platinschwarze Beschichtung der Elektroden wurde galvanisch abgeschieden, um die Elektrodenimpedanz zu verringern und die Signal-Rausch-Eigenschaften zu verbessern (ergänzende Abbildung). 1c). Kommerzielle Versionen unseres speziell entwickelten HD-MEA-Systems können bei MaxWell Biosystems erworben werden (Modell MaxOne).

Probenhalter und Tischheizung

Ein thermoelektrischer Probenheizer auf Peltier-Basis mit einem Temperaturfühler für eine Rückkopplung im geschlossenen Regelkreis wurde von einem selbstgebauten Temperaturregler gesteuert, um die Probe auf 37 °C zu halten. Der Probenheizer wurde mit dem Wärmeleitpad auf dem HD-MEA-Chip ausgerichtet. Anschließend wurden die Chips auf einen Probenhalter montiert und mit dem federbelasteten Stift des Halters in ihrer Position arretiert. Prusa I3 MK3S+ wurde zum 3D-Drucken der sparsamen Spritzenhalter für den Perfusionsaufbau verwendet, die am Probenhalter befestigt waren. Der gesamte Aufbau wurde auf einer Sonderanfertigung montiert x,y Piezotisch über eine Grundplatte.

x,y Piezostufe

Zwei lineare Piezotische (Xeryon XLS-1-Serie) mit einer Encoderauflösung von 5 nm wurden senkrecht zueinander befestigt (Ergänzende Abbildung). 1a). Die Lineartische wurden von einem Xeryon XD-M-Mehrachsencontroller gesteuert, der mit einer LabVIEW-basierten Benutzeroberfläche verbunden war. Die obere linke Elektrode des HD-MEA-Chips wurde als Ursprung des Koordinatensystems registriert und die Elektrodenkoordinaten mit den interessierenden Neuronen wurden aus der Benutzeroberfläche von MaxWell Biosystems extrahiert. Diese Koordinaten wurden dann mithilfe benutzerdefinierter Skripte an den XD-M-Controller weitergeleitet, um die Neuronen unter dem AFM-Ausleger einfach zu positionieren.

Fluoreszenzmikroskopie mit großem Arbeitsabstand

Ein optisches Mikroskop (Nikon SMZ 25) mit 15.75-fach verstellbaren Zoomobjektiven und 1-fachem Objektiv (Nikon, MNH55100 P2-SHR PlanApo 1X; numerische Apertur 0.156) wurde mit dem im Haupttext erwähnten Aufbau ausgerichtet. Eine TTL-steuerbare Leuchtdiode (LED)-Beleuchtung (CoolLED PE 300).^Ultra-) wurde als Lichtquelle für die anregungs-/emissionsfilterfreie Bildgebung verwendet. Zur Filterung des reflektierten Anregungslichts vom HD-MEA-Chip wurde ein Dreifach-Bandpass-Strahlteiler (F66-412, AHF Analysentechnik) verwendet. Eine große CMOS-Array-Kamera (Nikon DS-QI2) mit 4,908 × 3,264 Pixeln (Pixelgröße 7.3 × 7.3 µm).²) wurde mit einem 2.5-fach f-montierten Projektorobjektiv am Mikroskop montiert und ermöglichte eine Abtastung mit bis zu 45 fps bei einer Endvergrößerung von ~40× und eine Auflösung von 0.46 µm pro Pixel.

AFM

Ein AFM-Kopf (Catalyst, Bruker) wurde montiert und auf den im Haupttext erwähnten Aufbau ausgerichtet. Ein 15-µm-Piezoscanner am Kopf wurde verwendet, um alle Kraft-Weg- und Kraft-Zeit-Kurven zu erfassen, während ein 150-µm-Piezo verwendet wurde, um den Ausleger auf dem Neuron zu positionieren. Die Daten wurden gesammelt und mit der AFM-Software (Nanoscope v.9.2, Bruker) in TXT-Dateien exportiert. Die Daten wurden mit Python-Skripten analysiert und grafisch dargestellt. Silikatkügelchen mit 5 μm Durchmesser (Kisker Biotech) wurden mit UV-Kleber (Dymax) an das freie Ende von spitzenlosen Mikroauslegern (CSC-37 oder 38, Micromash HQ) geklebt und 20 Minuten lang ultraviolett ausgehärtet. Perlenausleger wurden 5 Minuten lang mit einem Plasmareiniger (Harrick Plasma) gereinigt, dann mit einem 2-mm-Saphirfenster auf dem Flüssigkeitssondenhalter montiert und mit der Methode des thermischen Rauschens kalibriert⁴⁸.

Korrelatives AFM, HD-MEA und optische Mikroskopie

AFM, HD-MEA und optisches Mikroskop wurden wie gezeigt ausgerichtet (Abb. 1a). Fluoreszenzlicht von Neuronen auf HD-MEA-Chips wurde durch ein Saphirfenster im AFM-Cantilever-Halter gesammelt und an das optische Mikroskop weitergeleitet. Die Fluoreszenzbilder der Neuronen auf dem HD-MEA-Chip wurden nacheinander in interessierenden Regionen gesammelt, zusammengefügt und auf der Maxwell MEA-Benutzeroberfläche registriert, um Neuronen auf dem HD-MEA-Chip zu lokalisieren (ergänzende Abbildung). 2a–d). Die x,y Anschließend wurden die Koordinaten der interessierenden Neuronen dem zugeführt x,y Bühne über LabVIEW-Skripte, wodurch der AFM-Ausleger an den gewünschten Positionen platziert wird ~5 nm Präzision. Der gesamte Aufbau wurde auf einem dämpfend isolierten Tisch installiert und in einer geräuschgeschützten, temperaturgeregelten Kammer platziert, um mechanische Geräusche und thermische Drift zu reduzieren.

TTL-Synchronisation

TTL-Impulse von DS-Qi2 wurden mithilfe eines selbstgebauten Steckers mit einem vierpoligen 3.5-Zoll-Stift, einem Ministecker auf der einen Seite und einer 24-AWG-Buchse (RND 255-00015, Distrelec) auf der anderen Seite extrahiert. Pin 1 war Masse und Pin 4 (EXP_TMG) erhielt im Live-Betrieb entsprechend der eingestellten Belichtungszeit 2.4 V auf HI-Pegel (High). Ein negativer Impuls von 0–5 V wurde vom Frontplatten-Ausgangskanal 1 des AFM-Controllers (Bruker Nanscope V) über einen selbstgebauten Stecker mit einem Standard-BNC-Stecker auf einer Seite und einer 24-AWG-Buchse (RND 255) extrahiert -00015, Distrelec) auf der anderen Seite. Die von Kamera und AFM extrahierten Signale wurden dann an Pin 2 und 8 eines einzelnen Hochgeschwindigkeits-Optokopplers weitergeleitet. Die Signale wurden dann über ein vor Ort programmierbares Gate-Array an das HD-MEA-Datenerfassungssystem gesendet und lieferten präzise Zeitstempel der Ereignisse, die durch AFM und optische Mikroskopie auf Rohdateiaufzeichnungen von HD-MEA-Daten erfasst wurden, die bei 20 kHz erfasst wurden.

Steifigkeitsverfolgungsprotokoll und -messungen

Der scheinbare Elastizitätsmodul wurde aus einem Durchschnitt von fünf Kraft-Weg-Kurven berechnet, die am neuronalen Soma erfasst wurden. Anschließend warteten wir 30 Sekunden, um sicherzustellen, dass es zu keinen messbedingten mechanischen Veränderungen in den Neuronen kam, und erfassten erneut fünf Kraft-Weg-Kurven (Abb. 2a), den wir als einen Messzyklus bezeichnet haben und der durch einen Punkt dargestellt wird (Abb. 2b). Wir haben diesen Messzyklus bis zu 5 Minuten lang an einem Neuron wiederholt und sind dann zum nächsten Neuron im Netzwerk übergegangen. Sechzig Minuten nach der ersten Messung am ersten Neuron kehrten wir zum selben Neuron zurück und der Messzyklus wurde wiederholt. Die Messungen umfassten einen Langzeitverfolgungszyklus. Dieser Langzeitverfolgungszyklus wurde dreimal wiederholt (Abb. 2c). Für Steifigkeitsmessungen von Neuriten zeichneten wir zunächst 5 Minuten lang die elektrophysiologische Aktivität der Neuronen auf, identifizierten dann zwei gut isolierte Neuriten pro Neuron und sammelten Kraft-Weg-Kurven für sie. Kraft-Weg-Kurven wurden mit CSC-38-Mikrocantilevern (nominale Federkonstante, ~0.02 Nm^-1) mit Perlen mit 5 μm Durchmesser, wie oben erwähnt. Eine maximale Kraft von 700 pN auf Somas und von 400 pN auf Neuriten wurde verwendet, um Kraft-Distanz-Kurven zu erstellen (ergänzende Abbildung). 14a, b). Bei allen Messungen wurde die Spitzengeschwindigkeit konstant bei 10 µm s gehalten^-1. Der Kontaktpunkt wurde aus der Annäherungskraft-Weg-Kurve als ermittelt x Abfangen bei einem Kraftwert, der fünfmal höher war als die Standardabweichung des Grundlinienrauschens, gefolgt von einer manuellen Kuration. Die Eindrucktiefe wurde als Verschiebungswert am Kontaktpunkt berechnet, nachdem die Auslenkung des Auslegers abgezogen und der Verschiebungswert bei maximaler Kraft in der Kraft-Weg-Kurve auf Null gesetzt wurde (ergänzende Abbildung). 14c). Die Eindringtiefe für die gleiche gegebene maximale Kraft würde je nach Steifigkeit von Soma zu Soma variieren. Daher haben wir eine Eindringtiefe von 750 nm festgelegt. In den Kraft-Weg-Kurven wurden alle Kraftwerte verworfen, bei denen der entsprechende Wegwert die Eindringtiefe überschreitet. Der scheinbare Elastizitätsmodul wurde aus solchen Kurven berechnet, zu denen das Hertz-Modell für einen kugelförmigen Eindringkörper mit elastischem Halbraum gehört⁴⁹ wurde mit benutzerdefinierten Codes in Python angepasst.

Die in unserer Studie gemessenen Werte des Elastizitätsmoduls für das Soma von Neuronen liegen in einem vergleichbaren Bereich mit früheren Berichten^10,11. Allerdings ist der Elastizitätsmodul der Neuriten niedriger als die angegebenen Werte, obwohl sie immer noch in einer vergleichbaren Größenordnung liegen. Diese Verzerrung könnte darauf zurückzuführen sein, dass wir uns entschieden haben, die beiden dicksten Basalneuriten des Neurons zu messen, die typischerweise weicher sind. Zur Messung der Steifheit der neuronalen Somas während Burst- und IBIs haben wir Kraft-Weg-Kurven bei einer Frequenz von 5 Hz erfasst. Dieser Vorgang wurde für jedes Soma mehrmals wiederholt und die durchschnittliche Steifheit des Somas während der Berstperioden und während der IBIs berechnet. Während die Ausbrüche normalerweise in einem rhythmischen Muster auftreten (Abb. 2h), ist es für kultivierte Neuronen schwierig vorherzusagen, wann ein einzelnes Neuron platzt. Um während Burst-Perioden oder IBIs mindestens zwei Kraft-Weg-Kurven zu erfassen und gleichzeitig die Häufigkeit, mit der die Sonde mit dem Neuron in Kontakt kommt, zu minimieren, haben wir das Neuron fünfmal s eingerückt^-1.

Statisches Komprimierungsprotokoll

Eine Perle mit 5 µm Durchmesser, geklebt auf einen spitzenlosen AFM-Mikrocantilever (CSC-37; nominale Federkonstante, ~0.8 Nm^-1), wurde über dem Soma positioniert. Die Perle wurde auf das Soma abgesenkt, bis eine zum Aufbringen von 0.1 kPa oder 5 kPa erforderliche Sollkraft erreicht war, und 60 Sekunden lang unter Verwendung einer Rückmeldung mit konstanter Höhe in Kontakt gehalten, bevor die Perle zurückgezogen wurde (Abb. 5b). Die mit einer Abtastrate von 500 kHz aufgezeichnete Kraft-Zeit-Kurve zeigt sowohl die vertikale Verschiebung des AFM-Kopfes als auch die Kraftreaktion des Somas. Die durchschnittliche Somahöhe der kortikalen Neuronen der Ratte betrug ~8 µm (Ergänzende Abb. 11a).

Funktionelle Kalziumbildgebung

Genetisch kodierte Kalziumsensoren wurden mithilfe von Adeno-assoziierten Viren (AAVs) in Neuronen exprimiert. AAV1-EF1a-GCaMP6s (1.8 × 10¹³ virale Genome ml^-1) wurden bei einer Infektionsmultiplizität von 5.0 × 10 eingesetzt⁴ um GCaMP6s auszudrücken. Neuronen wurden bei DIV 3 infiziert; Der Ausdruck wurde normalerweise bei DIV 5–9 beobachtet.

Funktionelle Calcium-Bildgebungsanalyse mechanisch stimulierter Neuronen

Eine durchschnittliche Fluoreszenzintensitätskurve ΔI/I der GCaMP6s-Kurve wurde als mittleres Signal über das gesamte Bild relativ zur Grundlinie des Bildes berechnet. Die Peakerkennung im Signal erfolgte durch das Auffinden lokaler Maxima innerhalb eines 3-Sekunden-Fensters. Ein Ereignis wurde als Beginn einer neuronalen Reaktion markiert, wenn die Kalziumsignalamplitude 10 % des Spitzenwerts erreichte. Daten von 2.5 s vor und 10 s nach Beginn des Reaktionspeaks (t = 0) wurde aufgetragen.

HD-MEA-Aufzeichnungen

Zur Aufzeichnung der Daten wurde die Benutzeroberfläche von MaxWell Biosystem (MaxLab Live v.22.13) verwendet. Das Fluoreszenzbild des gesamten Chips wurde auf der Benutzeroberfläche registriert (ergänzende Abbildung). 2c). Interessante Neuronen wurden anhand von Kalziumspitzen identifiziert und die Spitzenaktivität (Aktionspotenziale) wurde aus den Live-Rasterdiagrammen auf der Benutzeroberfläche ermittelt. Sobald ein interessierendes Neuron identifiziert wurde, wurden 512 Elektroden in einer rechteckigen Konfiguration um dieses Neuron herum zur Auslesung geführt. Nach der Positionierung des AFM-Auslegers auf dem Neuron wurden die Kanäle fünfmal versetzt, um das Rauschen des Infrarotlasers zu kompensieren, der vom AFM zur Erkennung der Auslenkung des Auslegers vor Beginn der Aufzeichnung verwendet wurde. Für alle Aufnahmen wurde eine Verstärkung von 512 und ein Hochpassfilter mit einer Grenzfrequenz von 300 Hz verwendet. Um die Leistung der Spike-Sortierungsalgorithmen in Abb. 52.5 Minuten vor und nach der mechanischen Stimulation wurden neuronale Aktionspotentiale aufgezeichnet.

HD-MEA-Datenanalyse

Alle gesammelten HD-MEA-Daten wurden über benutzerdefinierte Skripte auf Basis von Spikeinterface verarbeitet⁵⁰. Kurz gesagt, extrazelluläre Aufzeichnungen wurden mit Kilosort2 gefiltert und nach Spikes sortiert, gefolgt von einer manuellen Kuratierung aller Aufzeichnungen. Für die Kuration wurden ein konservativer Schwellenwert für die Verletzung des Inter-Spike-Intervalls von 0.5 und ein Signal-Rausch-Verhältnis-Schwellenwert von 5.0 verwendet. Zur Beurteilung der Einheitsqualität wurden Vorlagenähnlichkeit, Autokorrelogramme und Kreuzkorrelogramme verwendet. Wellenformmerkmale wie Halbwertsbreite und Repolarisationssteigung wurden für Spike-sortierte Einheiten für die jeweiligen Epochen mit Python-Skripten unter Verwendung von Funktionen von Spikeinterface extrahiert (ergänzende Abbildung). 12a–i). Die relativen Änderungen der Wellenformmerkmale an allen Elektroden innerhalb des extrazellulären Fußabdrucks eines Neurons wurden erhalten, indem der Wert des mittleren Wellenformmerkmals aller Spitzen während der mechanischen Kompression durch das mittlere Wellenformmerkmal aller Spitzen vor der Kompression dividiert wurde. Die mittlere Feuerrate und das Intervall zwischen den Spikes wurden aus den extrahierten Spike-Zügen mit dem Elephant Electrophysiology Analysis Toolkit 0.11.2 berechnet⁵¹. Die mittleren Feuerraten für Steifigkeitskorrelationsdaten wurden berechnet, indem die Spitzen in 30-s-Bins platziert wurden, um mit den Zeitpunkten der Steifigkeitswerte übereinzustimmen. Die mittleren Feuerraten für das Kompressionsprotokoll wurden berechnet, indem Spitzen in drei Abschnitten vor, während und nach der Kompression platziert wurden.

Kombinierte AFM- und konfokale Mikroskopie

Die konfokale Zeitrafferbildgebung wurde mit einem invertierten konfokalen Laser-Scanning-Mikroskop (Observer Z1, LSM 700; Zeiss) durchgeführt, das mit einem 25×/0.8 LCI PlanApo-Wasserimmersionsobjektiv (Zeiss) ausgestattet war. Ein AFM (CellHesion 200; JPK Instruments) wurde auf dem konfokalen Mikroskop montiert. Mechanische Kompressionsprotokolle wurden mit der JPK CellHesion-Software ausgeführt. Zur mechanischen Stimulation wurde AFM verwendet, um den Cantilever mit der Perle mit Geschwindigkeiten von 0.1, 1, 10 oder 100 μm s auf die Zelle zu bringen^-1 bis zum Erreichen der Sollkraft gefahren und danach sofort mit der gleichen Geschwindigkeit wie beim Anfahren zurückgefahren. Für Experimente zur Bestimmung der Schwellenkraft zur mechanischen Stimulation von Neuronen wurde die angelegte Sollkraft schrittweise von 50 auf 400 nN in Schritten von 50 nN und Intervallen von 20 s erhöht (ergänzende Abbildung). 6). Die Sollkraft der sich nähernden Perle wurde schrittweise erhöht, bis eine neuronale Reaktion registriert wurde. Nach erfolgreicher Stimulation des Neurons wurde der Ausleger zurückgezogen und ein neues Neuron zur Stimulation ausgewählt.

statistische Analyse

Alle Daten, die Wellenformeigenschaften zeigen, wurden mit dem Shapiro-Wilk-Test auf Normalität getestet Q-Q Grundstücke. Alle Datengruppen waren nicht normalverteilt und waren abhängige Datengruppen. Daher haben wir den Wilcoxon-Signed-Rank-Test verwendet. Die Nullhypothese war, dass es keinen Unterschied in den Medianen zwischen den paarweise verglichenen Verteilungen gibt. P Werte > 0.05 wurden als nicht signifikant angesehen. Die Wellenformmerkmale wurden aus der gemittelten Wellenform jedes erhaltenen Neurons extrahiert n > 5,000 Spitzen. Alle Daten, die mittlere Feuerraten zeigen, wurden mit dem Wilcoxon-Signed-Rank-Test von verglichen n > 10,000 Spitzen. AFM-Datengruppen wurden mithilfe des zweiseitigen Mann-Whitney-Verfahrens verglichen UDurch. P Die Werte für jeden Vergleich sind in den Legenden der Abbildungen aufgeführt. Die Pearson-Korrelation wurde verwendet, um die linearen Korrelationen der Steifigkeit und der mittleren Feuergeschwindigkeitswerte zu bestimmen. Es wurden keine statistischen Methoden verwendet, um die Stichprobengrößen vorab zu bestimmen. Die Datenerfassung und -analyse erfolgte nicht blind gegenüber den Versuchsbedingungen.

Berichtzusammenfassung

Weitere Informationen zum Forschungsdesign finden Sie im Nature Portfolio-Berichtszusammenfassung mit diesem Artikel verlinkt.

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• Quelle: https://www.nature.com/articles/s41565-024-01609-1