Kammerer, C. et al. Biomimetische und technomimetische Einzelmolekülmaschinen. Chem. Lette. 48, 299-308 (2019).
Feringa, BL Die Kunst, klein zu bauen: von molekularen Schaltern zu molekularen Motoren. J. Org. Chem.-Nr. 72, 6635-6652 (2007).
Bath, J. & Turberfield, AJ DNA-Nanomaschinen. Nat. Nanotechnologie. 2, 275-284 (2007).
Erbas-Cakmak, S., Leigh, DA, McTernan, CT & Nussbaumer, AL Künstliche molekulare Maschinen. Chem.-Nr. Rev. 115, 10081-10206 (2015).
Feng, Y. et al. Molekularpumpen und Motoren. Marmelade. Chem. Soc. 143, 5569-5591 (2021).
von Delius, M. & Leigh, DA Gehende Moleküle. Chem.-Nr. Soz. Rev. 40, 3656-3676 (2011).
Chakraborty, K., Veetil, AT, Jaffrey, SR & Krishnan, Y. Nukleinsäurebasierte Nanogeräte in der biologischen Bildgebung. Annu. Rev. Biochem. 85, 349-373 (2016).
Cui, C. et al. Ein auf Lysosomen ausgerichtetes DNA-Nanogerät zielt selektiv auf Makrophagen ab, um Tumore abzuschwächen. Nat. Nanotechnologie. 16, 1394-1402 (2021).
Stommer, P. et al. Ein synthetisches röhrenförmiges molekulares Transportsystem. Nat. Commun 12, 4393 (2021).
Li, Y. et al. Leckfreier End-to-End-Transport kleiner Moleküle durch mikrometerlange DNA-Nanokanäle. Wissenschaft Erw. 8, eabq4834 (2022).
Kamiya, Y. & Asanuma, H. Lichtgesteuerte DNA-Nanomaschine mit einem photoresponsiven molekularen Motor. Gem. Chem.-Nr. Res. 47, 1663-1672 (2014).
Marras, AE, Zhou, L., Su, HJ & Castro, CE Programmierbare Bewegung von DNA-Origami-Mechanismen. Proc. Natl Acad. Sci. Vereinigte Staaten von Amerika 112, 713-718 (2015).
Kudernac, T. et al. Elektrisch angetriebene gerichtete Bewegung eines vierrädrigen Moleküls auf einer Metalloberfläche. Natur 479, 208-211 (2011).
Ragazzon, G., Baroncini, M., Silvi, S., Venturi, M. & Credi, A. Lichtbetriebene autonome und gerichtete molekulare Bewegung eines dissipativen selbstorganisierenden Systems. Nat. Nanotechnologie. 10, 70-75 (2015).
Erbas-Cakmak, S. et al. Rotierende und lineare Molekularmotoren, angetrieben durch Impulse eines chemischen Brennstoffs. Wissenschaft 358, 340-343 (2017).
Amano, S., Fielden, SDP & Leigh, DA Eine katalysegetriebene künstliche Molekularpumpe. Natur 594, 529-534 (2021).
Pumm, AK et al. Ein DNA-Origami-Ratschenmotor. Natur 607, 492-498 (2022).
Shi, X. et al. Anhaltende unidirektionale Rotation eines selbstorganisierten DNA-Rotors auf einer Nanopore. Nat. Physik. 18, 1105 (2022).
Wilson, MR et al. Ein autonomer, chemisch betriebener Kleinmolekülmotor. Natur 534, 235-240 (2016).
Baroncini, M. et al. Herstellung und Betrieb molekularer Maschinen: eine multidisziplinäre Herausforderung. ChemieOpen 7, 169-179 (2018).
Valero, J., Pal, N., Dhakal, S., Walter, NG & Famulok, M. Ein Bio-Hybrid-DNA-Rotor-Stator-Nanomotor, der sich entlang vordefinierter Spuren bewegt. Nat. Nanotechnologie. 13, 496-503 (2018).
Poppleton, E., Mallya, A., Dey, S., Joseph, J. & Sulc, P. Nanobase.org: ein Repository für DNA- und RNA-Nanostrukturen. Nukleinsäuren Res. 50, D246 - D252 (2022).
Zhou, L., Marras, AE, Su, HJ & Castro, CE DNA-Origami-kompatible Nanostrukturen mit einstellbaren mechanischen Eigenschaften. ACS Nano 8, 27-34 (2014).
Shi, Z., Castro, CE & Arya, G. Konformationsdynamik mechanisch nachgiebiger DNA-Nanostrukturen aus grobkörnigen Molekulardynamiksimulationen. ACS Nano 11, 4617-4630 (2017).
Los, GV et al. HaloTag: eine neuartige Proteinmarkierungstechnologie für die Zellbildgebung und Proteinanalyse. ACS-Chem. Biol. 3, 373-382 (2008).
Valero, J. & Famulok, M. Regeneration verbrannter Brücken auf einem DNA-Catenan-Walker. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. Engl. 59, 16366-16370 (2020).
Yu, Z. et al. Ein selbstregulierender DNA-Rotaxan-Linearantrieb, der durch chemische Energie angetrieben wird. Marmelade. Chem. Soc. 143, 13292-13298 (2021).
Scheres, SH RELION: Implementierung eines Bayes'schen Ansatzes zur Bestimmung der Kryo-EM-Struktur. J. Struktur. Biol. 180, 519-530 (2012).
Pereira, MJ et al. Einzelne VS-Ribozymmoleküle zeigen eine dynamische und hierarchische Faltung in Richtung Katalyse. J.Mol. Biol. 382, 496-509 (2008).
Sabanayagam, CR, Eid, JS & Meller, A. Verwendung der Fluoreszenzresonanzenergieübertragung zur Messung von Abständen entlang einzelner DNA-Moleküle: Korrekturen aufgrund nichtidealer Übertragung. J.Chem. Phys. 122, 061103 (2005).
Guajardo, R., Lopez, P., Dreyfus, M. & Sousa, R. Die Auswirkungen der NTP-Konzentration auf die anfängliche Transkription durch T7-RNAP weisen darauf hin, dass die Translokation durch passives Gleiten erfolgt, und zeigen, dass divergente Promotoren unterschiedliche Anforderungen an die NTP-Konzentration für die produktive Initiierung haben. J.Mol. Biol. 281, 777-792 (1998).
Koh, HR et al. Korrelation der Transkriptionsinitiierung und Konformationsänderungen durch eine Einzeluntereinheit-RNA-Polymerase mit nahezu Basenpaarauflösung. Mol. Zelle 70695–706 e695 (2018).
Tang, GQ, Roy, R., Bandwar, RP, Ha, T. & Patel, SS Echtzeitbeobachtung des Übergangs von der Transkriptionsinitiierung zur Verlängerung der RNA-Polymerase. Proc. Natl Acad. Sci. Vereinigte Staaten von Amerika 106, 22175-22180 (2009).
Kim, JH & Larson, RG Einzelmolekülanalyse der 1D-Diffusion und Transkriptionsverlängerung der T7-RNA-Polymerase entlang einzelner gestreckter DNA-Moleküle. Nukleinsäuren Res. 35, 3848-3858 (2007).
Martin, CT, Muller, DK & Coleman, JE Prozessivität in frühen Stadien der Transkription durch T7-RNA-Polymerase. Biochemie 27, 3966-3974 (1988).
Lee, S., Nguyen, HM & Kang, C. Winzige abortive Initiationstranskripte üben eine Antiterminationsaktivität auf einen RNA-Haarnadel-abhängigen intrinsischen Terminator aus. Nukleinsäuren Res. 38, 6045-6053 (2010).
Henderson, KL et al. RNA-Polymerase: Schritt-für-Schritt-Kinetik und Mechanismus der Transkriptionsinitiierung. Biochemie 58, 2339-2352 (2019).
Revyakin, A., Liu, C., Ebright, RH & Strick, TR Abortive Initiation und produktive Initiation durch RNA-Polymerase beinhalten DNA-Scrunching. Wissenschaft 314, 1139-1143 (2006).
Shen, H. & Kang, C. Zwei-Stellen-Kontakt verlängerter Transkripte mit der Phagen-T7-RNA-Polymerase an C-terminalen Regionen. J. Biol.. Chem. 276, 4080-4084 (2001).
Ouldridge, TE, Louis, AA & Doye, JPK Strukturelle, mechanische und thermodynamische Eigenschaften eines grobkörnigen DNA-Modells. J.Chem. Phys. 134, 085101 (2011).
Rovigatti, L., Sulc, P., Reguly, IZ & Romano, F. Ein Vergleich zwischen Parallelisierungsansätzen in Molekulardynamiksimulationen auf GPUs. J. Computer. Chem.-Nr. 36, 1-8 (2015).
Snodin, BE et al. Einführung verbesserter Struktureigenschaften und Salzabhängigkeit in ein grobkörniges DNA-Modell. J.Chem. Phys. 142, 234901 (2015).
Sulc, P. et al. Sequenzabhängige Thermodynamik eines grobkörnigen DNA-Modells. J.Chem. Phys. https://doi.org/10.1063/1.4754132 (2012).
Thomen, P. et al. T7-RNA-Polymerase untersucht durch Kraftmessungen bei variierender Cofaktorkonzentration. Biophys. J. 95, 2423-2433 (2008).
Durniak, KJ, Bailey, S. & Steitz, TA Die Struktur einer transkribierenden T7-RNA-Polymerase im Übergang von der Initiation zur Elongation. Wissenschaft 322, 553 (2008).
Ramezani, H. & Dietz, H. Baumaschinen mit DNA-Molekülen. Nat. Rev. Genet. 21, 5-26 (2020).
Yoon, J., Eyster, TW, Misra, AC & Lahann, J. Kardiomyozyten-gesteuerte Betätigung in biohybriden Mikrozylindern. Erw. Mater. 27, 4509-4515 (2015).
Sagara, Y. et al. Rotaxane als mechanochrome fluoreszierende Kraftwandler in Polymeren. Marmelade. Chem. Soc. 140, 1584-1587 (2018).
Chen, S. et al. Ein künstlicher molekularer Shuttle operiert in Lipiddoppelschichten für den Ionentransport. Marmelade. Chem. Soc. 140, 17992-17998 (2018).
DeLuca, M., Shi, Z., Castro, CE & Arya, G. Dynamische DNA-Nanotechnologie: Auf dem Weg zu funktionalen nanoskaligen Geräten. Nanoskaliger Horizont. 5, 182-201 (2020).
Gerling, T., Wagenbauer, KF, Neuner, AM & Dietz, H. Dynamische DNA-Geräte und -Anordnungen, die aus formkomplementären, nicht basenpaarenden 3D-Komponenten bestehen. Wissenschaft 347, 1446-1452 (2015).
Skugor, M. et al. Orthogonal fotogesteuerter, nicht autonomer DNA-Walker. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. Engl. 58, 6948-6951 (2019).
Wang, S. et al. Lichtinduzierte reversible Rekonfiguration DNA-basierter konstitutioneller dynamischer Netzwerke: Anwendung auf die schaltbare Katalyse. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. Engl. 57, 8105-8109 (2018).
Asanuma, H., Ito, T., Yoshida, T., Liang, X. & Komiyama, M. Photoregulation der Bildung und Dissoziation eines DNA-Duplex unter Verwendung des cis-trans Isomerisierung von Azobenzol. Angew. Chem.-Nr. Int. Hrsg. Engl. 38, 2393-2395 (1999).
Liu, M., Asanuma, H. & Komiyama, M. Azobenzol-gebundener T7-Promotor für effiziente Photoregulation der Transkription. Marmelade. Chem. Soc. 128, 1009-1015 (2006).
Roy, R., Hohng, S. & Ha, T. Ein praktischer Leitfaden für Einzelmolekül-FRET. Nat. Methoden 5, 507-516 (2008).
Chandradoss, SD et al. Oberflächenpassivierung für Einzelmolekül-Proteinstudien. J. Vis. Erw. https://doi.org/10.3791/50549 (2014).
Ouldridge, TE, Sulc, P., Romano, F., Doye, JPK & Louis, AA DNA-Hybridisierungskinetik: Zippering, interne Verschiebung und Sequenzabhängigkeit. Nukleinsäuren Res. 41, 8886-8895 (2013).
Snodin, BEK et al. Direkte Simulation der Selbstorganisation eines kleinen DNA-Origami. Acs Nano 10, 1724-1737 (2016).
Douglas, SM et al. Rapid Prototyping von 3D-DNA-Origami-Formen mit caDNAno. Nukleinsäuren Res. 37, 5001-5006 (2009).
Suma, A. et al. TacoxDNA: ein benutzerfreundlicher Webserver für Simulationen komplexer DNA-Strukturen, von Einzelsträngen bis hin zu Origami. J. Computer. Chem.-Nr. 40, 2586-2595 (2019).
Bohlin, J. et al. Design und Simulation von DNA-, RNA- und Hybridprotein-Nukleinsäure-Nanostrukturen mit oxView. Nat. Protoc. 17, 1762-1788 (2022).
Poppleton, E. et al. Design, Optimierung und Analyse großer DNA- und RNA-Nanostrukturen durch interaktive Visualisierung, Bearbeitung und molekulare Simulation. Nukl. Säuren Res. https://doi.org/10.1093/nar/gkaa417 (2020)
Doye, JPK et al. Das grobkörnige oxDNA-Modell als Werkzeug zur Simulation von DNA-Origami. Methoden Mol. Biol. 2639, 93-112 (2023).
Skinner, GM, Kalafut, BS & Visscher, K. Die stromabwärts gelegene DNA-Spannung reguliert die Stabilität des T7-RNA-Polymerase-Initiationskomplexes. Biophys. J. 100, 1034-1041 (2011).
Kimanius, D., Dong, L., Sharov, G., Nakane, T. & Scheres, SHW Neue Tools für die automatisierte Kryo-EM-Einzelpartikelanalyse in RELION-4.0. Biochem. J. J. 478, 4169-4185 (2021).
Kremer, JR, Mastronarde, DN & McIntosh, JR Computervisualisierung von dreidimensionalen Bilddaten mit IMOD. J. Struktur. Biol. 116, 71-76 (1996).
Mindell, JA & Grigorieff, N. Genaue Bestimmung der lokalen Defokussierung und Probenneigung in der Elektronenmikroskopie. J. Struktur. Biol. 142, 334-347 (2003).
Rohou, A. & Grigorieff, N. CTFFIND4: schnelle und genaue Defokusschätzung aus elektronenmikroskopischen Aufnahmen. J. Struktur. Biol. 192, 216-221 (2015).
Schindelin, J. et al. Fidschi: eine Open-Source-Plattform für die Analyse biologischer Bilder. Nat. Methoden 9, 676-682 (2012).
Vester, B. & Wengel, J. LNA (gesperrte Nukleinsäure): Hochaffines Targeting komplementärer RNA und DNA. Biochemie 43, 13233-13241 (2004).
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