Notomi, T. i in. Izotermiczna amplifikacja DNA za pośrednictwem pętli. Nucleic Acids Res. 28, e63 – e63 (2000).
Piepenburg, O., Williams, CH, Stemple, DL i Armes, NA Wykrywanie DNA przy użyciu białek rekombinacyjnych. PLoS Biol. 4, e204 (2006).
Fozouni, P. i in. Bezamplifikacyjna detekcja SARS-CoV-2 za pomocą CRISPR–Cas13a i mikroskopii w telefonie komórkowym. Komórka 184, 323 – 333 (2021).
Chen, JS i in. Wiązanie celu CRISPR – Cas12a uwalnia masową aktywność jednoniciowej DNazy. nauka 360, 436 – 439 (2018).
Gootenberg, JS i in. Wykrywanie kwasów nukleinowych za pomocą CRISPR-Cas13a/C2c2. nauka 356, 438 – 442 (2017).
Holland, PM, Abramson, RD, Watson, R. i Gelfand, DH Wykrywanie specyficznego produktu reakcji łańcuchowej polimerazy poprzez wykorzystanie aktywności egzonukleazy 5′–3′ Termus wodny Polimeraza DNA. Proc. Natl Acad. Sci. USA 88, 7276 – 7280 (1991).
Broughton, JP i in. Wykrywanie SARS-CoV-12 w oparciu o CRISPR–Cas2. Nat. Biotechnologia. 38, 870 – 874 (2020).
Marras, SA, Kramer, FR i Tyagi, S. Efektywność przenoszenia energii rezonansu fluorescencji i wygaszania za pośrednictwem kontaktu w sondach oligonukleotydowych. Nucleic Acids Res. 30, e122 – e122 (2002).
Yeh, H.-C., Sharma, J., Han, JJ, Martinez, JS i Werner, JHA Sonda nanoklastrowa DNA – srebro, która fluoryzuje po hybrydyzacji. Nano Lett. 10, 3106 – 3110 (2010).
O'Neill, PR, Gwinn, EG i Fygenson, DK Wzbudzenie UV stabilizowanej DNA fluorescencji klastrów Ag przez zasady DNA. J. Phys. Chem. do 115, 24061 – 24066 (2011).
Petty, JT, Zheng, J., Hud, NV i Dickson, RM Tworzenie nanoklastrów Ag na szablonie DNA. J. Am. Chem. Soc. 126, 5207 – 5212 (2004).
Tak, H.-C. i in. Świecąca fluorescencyjnie sonda nanoklastrowa Ag, która rozróżnia warianty pojedynczych nukleotydów na podstawie koloru emisji. J. Am. Chem. Soc. 134, 11550 – 11558 (2012).
Blevins, MS i in. Ślady chromoforów klastrów DNA i srebra w nanoskali za pomocą spektrometrii mas z fotoodłączaniem aktywowanych elektronów. ACS Nano 13, 14070 – 14079 (2019).
Copp, SM i in. Magiczne liczby w fluorescencyjnych skupiskach srebra stabilizowanych DNA prowadzą do magicznych kolorów. J. Phys. Chem. Łotysz. 5, 959 – 963 (2014).
He, C., Goodwin, PM, Yunus, AI, Dickson, RM & Petty, JT Rozszczepione rusztowanie DNA dla zielonej fluorescencyjnej srebrnej gromady. J. Phys. Chem. do 123, 17588 – 17597 (2019).
Schultz, D. i in. Dowody na istnienie emiterów nanoklastrów srebra stabilizowanych DNA w kształcie pręta. Przysł. Matko. 25, 2797 – 2803 (2013).
Petty, JT i in. Wykrywanie optyczne poprzez transformację chromoforowych klastrów srebra w nanoreaktorach DNA. Analny. Chem. 84, 356 – 364 (2012).
Chen, J. i in. Precyzyjnie regulowany czujnik fluorescencji srebra nanoklasterowego CRISPR/Cas z matrycą DNA do wykrywania zafałszowań mięsa. J. Rolnictwo. Chemia Spożywcza 70, 14296 – 14303 (2022).
Lee, CY, Park, KS, Jung, YK i Park, HG Wolny od etykiet fluorescencyjny test aktywności deoksyrybonukleazy I oparty na matrycowym DNA nanoklaster srebra/nanokompozyt tlenku grafenu. Biosens. Bioelektron. 93, 293 – 297 (2017).
Kuo, YA i in. Masowo równoległy wybór sygnalizatorów nanoklastrowych. Przysł. Matko. 34, e2204957 (2022).
Chen, Y.-A. i in. Beacony Nanocluster umożliwiają wykrycie pojedynczego N6-metyladenina. J. Am. Chem. Soc. 137, 10476 – 10479 (2015).
Obliosca, JM i in. Uzupełniająca paleta sygnalizatorów nanoklastrowych. ACS Nano 8, 10150 – 10160 (2014).
Cerretani, C., Kanazawa, H., Vosch, T. i Kondo, J. Struktura krystaliczna Ag stabilizowanego DNA emitującym NIR16 nanoklaster. Angew. Chem. wewn. Wyd. 58, 17153 – 17157 (2019).
Petty, JT i in. Klaster srebra zamknięty w DNA i rola jego ligandów zasad nukleinowych. J. Phys. Chem. do 122, 28382 – 28392 (2018).
Koszinowski, K. i Ballweg, K. Wysoko naładowany Ag64+ rdzeń w nanoklasterze srebra zamkniętym w DNA. Chem. Eur. JOT. 16, 3285 – 3290 (2010).
Gonzalez-Rosell, A. i in. Ligandy chlorkowe na nanoklasterach srebra stabilizowanych DNA. J. Am. Chem. Soc. 145, 10721 – 10729 (2023).
Huard, DJ i in. Struktura atomowa fluorescencyjnego Ag8 klaster utworzony przez wieloniciowe rusztowanie DNA. J. Am. Chem. Soc. 141, 11465 – 11470 (2018).
Markham, NR i Zuker, M. UNAFold: oprogramowanie do zwijania i hybrydyzacji kwasów nukleinowych. Metody Mol. Biol. 453, 3 – 31 (2008).
Cong, X. i in. Określanie termodynamiki wiązania białka błonowego z lipidami za pomocą natywnej spektrometrii mas. J. Am. Chem. Soc. 138, 4346 – 4349 (2016).
McCabe, JW i in. Jonizacja przez elektrorozpylanie w zmiennej temperaturze dla zależnych od temperatury reakcji zwijania/ponownego zwijania białek i wiązania ligandów. Analny. Chem. 93, 6924 – 6931 (2021).
Ramachandran, A. i Santiago, JG Kinetyka enzymów CRISPR do diagnostyki molekularnej. Analny. Chem. 93, 7456 – 7464 (2021).
Nguyen, LT, Smith, BM i Jain, PK Udoskonalanie trans-aktywność rozszczepiania Cas12a za pomocą zmodyfikowanego crRNA umożliwia wykrywanie amplifikowanego kwasu nukleinowego. Nat. Commun. 11, 4906 (2020).
Nalefski, EA i in. Analiza kinetyczna nukleaz kierowanych RNA Cas12a i Cas13a w celu opracowania ulepszonej diagnostyki opartej na CRISPR. iNauka 24, 102996 (2021).
Yeh, H.-C., Sharma, J., Han, JJ, Martinez, JS i Werner, JH Latarnia świetlna. Nanotechnologia IEEE. Mag. 5, 28 – 33 (2011).
Juul, S. i in. Nanoklastry sygnalizacyjne jako sondy reporterowe w toczącym się kole usprawniają wykrywanie aktywności enzymów. Nanoskal 7, 8332 – 8337 (2015).
Ge, L., Sun, X., Hong, Q. i Li, F. Ratiometryczna lampa nanoklasterowa: niewymagająca etykiet i czuła platforma do wykrywania fluorescencyjnego DNA. ACS Appl. Mater. Interfejsy 9, 13102 – 13110 (2017).
Suo, T. i in. Wszechstronny, włączający się profil biosensoryzacji fluorometrycznej oparty na układzie kanapki z nanoklasterem nawigacyjnym z udziałem rozdzielonych aptamerów. Siłowniki czułe B 324, 128586 (2020).
Gwinn, E., Schultz, D., Copp, SM i Swasey, S. Klastry srebra chronione DNA dla nanofotoniki. Nanomateriały 5, 180 – 207 (2015).
Zou, X., Kang, X. i Zhu, M. Najnowsze osiągnięcia w badaniach sił napędowych przekształcania nanoklastrów metali monetarnych. Chem. Soc. Obrót silnika. 52, 5892 – 5967 (2023).
Leytus, SP, Melhado, LL i Mangel, WF Związki na bazie rodaminy jako substraty fluorogenne dla proteinaz serynowych. Biochem. JOT. 209, 299 – 307 (1983).
Broto, M. i in. Katalizowany nanozymami test CRISPR do wykrywania niekodujących RNA bez konieczności przedamplifikacji. Nat. Nanotechnologia. 17, 1120 – 1126 (2022).
Hu, Q. i in. Wierne sondowanie i rozwijanie oparte na DNAzymie w celu identyfikacji potencjalnych biomarkerów o niskiej liczebności. Nat. chemia 16, 122 – 131 (2023).
Fort, KL i in. Implementacja fotodysocjacji w ultrafiolecie na laboratoryjnym dokładnym spektrometrze mas Q i jej zastosowanie w fosfoproteomice. Analny. Chem. 88, 2303 – 2310 (2016).
Sanders, JD i in. Ulepszona separacja ruchliwości jonów i charakterystyka izomerycznych fosfatydylocholin przy użyciu trybu absorpcyjnego, multipleksowania z transformacją Fouriera i spektrometrii mas z fotodysocjacją w ultrafiolecie. Analny. Chem. 94, 4252 – 4259 (2022).
- Dystrybucja treści i PR oparta na SEO. Uzyskaj wzmocnienie już dziś.
- PlatoData.Network Pionowe generatywne AI. Wzmocnij się. Dostęp tutaj.
- PlatoAiStream. Inteligencja Web3. Wiedza wzmocniona. Dostęp tutaj.
- PlatonESG. Węgiel Czysta technologia, Energia, Środowisko, Słoneczny, Gospodarowanie odpadami. Dostęp tutaj.
- Platon Zdrowie. Inteligencja w zakresie biotechnologii i badań klinicznych. Dostęp tutaj.
- Źródło: https://www.nature.com/articles/s41565-024-01612-6
