Zephyrnet-logo

Iriserende biofilms van Cellulophaga lytica zijn afstembare platforms voor schaalbare, geordende materialen - wetenschappelijke rapporten

Datum:

Biofilm eigenschappen

Cellulophaga lytica 7489 biofilms 24 uur gekweekt op BB2/H2O media met verschillende agarconcentraties werden vergeleken (Fig. 1A, B). Kleurpatronen verschilden na 5 dagen waarbij de 1.0% agar de helderdere kolonies ondersteunde. Kweekmedia met meer dan 1.2% agar lieten groei toe, hoewel de verspreiding van de kolonies beperkt was in vergelijking met die met 1% agar of minder. Biofilms van 1.5% agar waren kleiner met een lagere gemiddelde pixelintensiteit. Tenzij specifiek vermeld, waren de resterende gegevens in deze studie gebaseerd op biofilms van 1% agarplaten die BB2/H bevatten2O. Voortgezette incubatie op 1% agar resulteerde in biofilms met concentrische, gradiëntkleuring (Fig. 1C). Hoewel de relatieve afmetingen en intensiteiten van deze regio's tussen monsters varieerden, veranderde de volgorde van kleuring in volwassen biofilms niet. Bovendien kregen de biofilmcentra vaak een goudoranje kleur, mogelijk door het pigment zeaxanthine waarvan bekend is dat het aanwezig is in C. lytica29. Radiaal naar buiten voortschrijdend, waren de volgende kleurbanden blauw, gevolgd door een glinsterend groen en een smalle rode band rond de omtrek van de biofilms. Vergroting onthulde dat de kleuren mozaïeken zijn waarbij de overheersende kleur in deze millimeterdomeinen de waargenomen macroscopische kleur bepaalde (fig. 1D). Belangrijk is dat de mozaïeken het potentieel laten zien van C. lytica biofilms om een ​​reeks kleuren weer te geven.

Figuur 1
figuur 1

Gezien bijzondere groeiomstandigheden, C. lytica 7489 maakt intens iriserende biofilms, hoewel eerder gemeld dat ze geen kleur hadden. (A) Vertegenwoordiger C. lytica 7489 biofilms werden gekweekt bij 27°C op BB2/H2O agarplaten met 0.8%, 1.0%, 1.2% of 1.5% agar. Biofilms werden gedurende 5 dagen elke dag afgebeeld. Agarconcentratie heeft invloed op kleurverzadiging en expansie van DSM 7489 C. lytica biofilms. Schaalbalk = 1 mm. (B) Gebieden (i) en gemiddelde intensiteit (ii) metingen van biofilms in A werden dagelijks geregistreerd met behulp van ImageJ. Gegevens worden gepresenteerd als gemiddelden voor elk tijdpunt met standaarddeviatie weergegeven als ±fout (n = 10 voor elk tijdpunt). (C) C. lytica 7489 kan een reeks intense kleuren genereren, zoals weergegeven in deze foto van een biofilm verkregen vanuit een schuine kijkhoek (i) en schematisch de concentrische kleuring (ii). (D) Optische beelden die laten zien dat gebieden van de biofilm die macroscopisch groen (i) en rood (ii) lijken, mozaïeken van pointillistische kleuren zijn. (staaf = 1 mm) (E) Een representatieve hyperspectrale datakubus onthult regiospecifieke variaties in signaalintensiteit in volwassen biofilms. (i) De biofilm werd gekweekt in een petrischaal van 10 cm op voedingsagar met zwarte inkt. Merk op dat de detector loodrecht op het oppervlak van de biofilm staat. Zijn positie is de reden voor de vermindering van de reflectie-intensiteit in vergelijking met de biofilm in (C-i). Buitenste gebieden van de biofilm genereren een bijzonder scherpe piek gecentreerd nabij 550 nm, wat een constructieve en coherente reflectie door de biofilm suggereert. (ii, locatie 1) Reflecties in het middengebied daarentegen blijven dicht bij de basislijn. (ii, locatie 2)

Een Resonon benchtop hyperspectraal systeem werd gebruikt om datakubussen te genereren die optische bulkresponsen van het leven vertegenwoordigen C. lytica biofilms (afb. 1E). Spectra die het zichtbare bereik overspannen werden verzameld en vertonen verhoogde intensiteiten gecentreerd nabij 550 nm. De scherpe piek suggereert dat er constructieve en coherente reflecties plaatsvinden door de biofilm heen. Intensiteiten geassocieerd met het centrum van de biofilm blijven daarentegen in de buurt van basislijnniveaus. In andere experimenten, waarbij gebruik werd gemaakt van terugverstrooide geometrie en variabele excitatiehoeken, werd een afhankelijkheid van de detectiehoek vastgesteld (aanvullend Fig. 1).

Cellulaire opstelling, verpakking en morfologie binnenin C. lytica 7489 biofilms

Eerdere studies van Flavobacterie biofilms onthulden dat cellulaire afstand en morfologie de gereflecteerde golflengten beïnvloedden21,30. Om kleurverschillen in te begrijpen C. lytica 7489 biofilms werden complementaire microscopietechnieken toegepast. De opstelling van C. lytica binnen biofilms werd gevisualiseerd met behulp van confocale microscopie van gefixeerde biofilms gekleurd met SYTO9 (Fig. 2A). Gebieden van de biofilm die niet geassocieerd zijn met kleurenspel bevatten willekeurig georiënteerde cellen, hoewel er ook kleine clusters van uitgelijnde cellen werden waargenomen. Sferische structuren, ook aanwezig in dit gebied, namen in aantal toe toen het beeldvlak het substraat naderde (aanvullende figuur XNUMX). 2A). Daarentegen waren cellen in iriserende gebieden dicht op elkaar gepakt en geordend in vlakke, polykristallijne lagen, zoals bevestigd in de snelle Fourier-transformatie (FFT) van het beeld van het groene iriserende gebied (aanvullende figuur XNUMXa). 2B). De ordening hield aan over tientallen microns met korrelgrenzen aangegeven door een verandering in de richting van de cellen.

Figuur 2
figuur 2

Microscopie van biofilmcellen. (A) Confocale beelden van biofilms gekleurd met SYTO9 waaruit blijkt dat cellulaire organisatie verschilt tussen niet-iriserende (i) en iriserende gebieden (ii, iii) (bar = 2.0 µm). (B) Transmissie-elektronenmicroscopie (TEM) dwarsdoorsnedebeelden van groene (i) en rode gebieden (ii). (bar = 0.5 µm) Inzet (iii) met kleine uitsteeksels rond de celwanden (bar = 200 nm). Breedtematen (iv, v) verschillen ook per regio. (C) Atomic Force Microscopy (AFM) hoogtebeelden van niet-iriserende (i), groen iriserende (ii) en rood iriserende (iii) gebieden die aantonen dat verschillende cellulaire morfologieën geassocieerd zijn met elk gebied (staaf = 1.0 µm). Inzet (iv) is een AFM-amplitudebeeld van het gebied dat wordt aangegeven door de pijl (balk = 0.5 µm). Lengtemetingen van gespecificeerde biofilmgebieden (v, vi). (D) 2 dagen oude biofilms gekweekt in omgevingsomstandigheden op BB2/H2O agar (optische schaalstaven = 1 mm; AFM-staven = 3 µm). Schematische weergave van de typische opstelling van cellen in iriserende biofilms (i). Optisch beeld van iriserende biofilm. (ii) AFM-hoogte (iii) en amplitude (iv) afbeeldingen van cellen van iriserende biofilm die de typische staafvormige morfologie vertonen. Schematische weergave van de voorspelde rangschikking van cellen in biofilms die worden gekweekt wanneer subletale penicilline wordt toegevoegd (v). Optisch beeld van biofilm dat laat zien dat subletale penicilline de structurele kleuring verstoort. (vi) AFM-hoogte (vii) en amplitude (viii) afbeeldingen van cellen bevestigen conversie naar bollen als gevolg van penicillinebehandeling.

Eukaryoten bevatten componenten die bijdragen aan kleurenspel in weefsels die tijdens het onderzoek kunnen worden gehanteerd en gemanipuleerd. C. lytica irisatie is echter afgeleid van onafhankelijke, losjes geassocieerde cellen die gemakkelijk kunnen worden gescheiden door mechanische verstoringen, waaronder turbulentie door overmatige hydratatie. Door de cellen met glutaaraldehyde te verknopen, bleef de irisatie behouden en konden intacte biofilms uit de agar worden verwijderd voor karakterisering door transmissie-elektronenmicroscopie (TEM). Cross-sectionele elektronenmicrofoto's van vast C. lytica 7489 biofilms bevestigden de periodiciteit in iriserende gebieden (Fig. 2B). Cellen in de groene en rode gebieden hadden gemiddelde breedten van respectievelijk 310 nm en 428 nm, wat aangeeft dat veranderingen in celbreedte bijdroegen aan kleurvariaties. Ook onthulden TEM-afbeeldingen met een hogere vergroting van cellen uit het rode gebied kleine uitsteeksels rond de celwanden (Fig. 2B-iii). Laterale afbeeldingen van biofilms, verkregen met behulp van scanning-elektronenmicroscopie (SEM), laten zien dat ordening plaatsvindt door de volledige dikte van de biofilms, die varieert van 15 tot 60 μm (aanvullende figuur XNUMX). 2C).   

Gezien de verschillen in breedte waargenomen in de TEM-gegevens en de associatie met specifieke regio's van de biofilm, probeerden we de morfologieën van cellen te vergelijken met behulp van atomaire krachtmicroscopie (AFM) (Fig. 2C). Cellen uit het niet-iriserende gebied waren onregelmatig, geassocieerd met bolvormige uitsteeksels en leken vaak leeggelopen. Daarentegen behielden cellen uit zowel de rode als de groene iriserende regio's een regelmatige morfologie en afmetingen, zoals verwacht bij gezonde staafvormige bacteriën. Ondanks herhaalde pogingen om aggregaten te verstoren, bleven cellen uit groene iriserende gebieden nauw met elkaar verbonden, wat aangeeft dat de eigenschappen van het celoppervlak ook per regio varieerden (Fig. 2C-ii). In schril contrast hiermee waren cellen uit het rode gebied vaak bedekt met membraanblaasjes (Fig. 2C-iii en iv en aanvullende afbeelding. 3). Gram-negatieve bacteriën, waaronder C. lytica waarvan bekend is dat ze buitenmembraanblaasjes genereren31,32. Opvallend was echter de volledige oppervlaktebedekking door de blaasjes. De beter gedefinieerde AFM-beelden suggereerden dat membraanuitsteeksels waargenomen in de TEM-dwarsdoorsneden blaasjes waren. Een vergelijking van de lengtes van de cellen uit de verschillende regio's onthulde dat niet-iriserende cellen korter zijn dan die in de groene of rode regio's met gemiddelde waarden van respectievelijk 1.39 µm, 2.20 µm en 2.42 µm (fig. 2cv, vi). Alles bij elkaar genomen, gaven de beeldvormingsgegevens verschillende grootte- en oppervlaktetopologieën aan, afhankelijk van de locatie van de cellen in de biofilm.

Peptidoglycaan in gramnegatieve bacteriën is een kooiachtig polymeer dat zorgt voor de mechanische stabiliteit van de cel. Gelegen tussen het cytoplasmamembraan en het buitenmembraan, bepaalt de vorm de morfologie van de bacteriën. Van lysozyme en bètalactam-antibiotica is algemeen bekend dat ze de peptidoglycaan verstoren en resulteren in cellysis. Bij subletale doses kunnen echter ook Gram-negatieve bacteriën ontstaan E. coli overleven de behandeling maar worden omgezet van staven in bollen33,34,35. Om te bepalen of kleuring intact peptidoglycaan vereist, werd 30 µg/ml penicilline aan de agarplaten toegevoegd vóór inoculatie met C. lytica (Fig. 2D). Na 48 uur misten behandelde biofilms irisatie als gevolg van de conversie van C. lytica in bollen, wat het belang van de peptidoglycan voor irisatie aangeeft. Deze resultaten toonden ook aan dat exogene vormmodificerende reagentia kunnen worden gebruikt om de optische eigenschappen van biofilm te beïnvloeden.

Schaalbaarheid en afstembaarheid van biofilms voor productie

Cellulophaga lytica biofilms breidden zich radiaal uit vanaf het inoculatiepunt en vertoonden gestreepte kleuren (Fig. 1A). Deze patroonvorming was waarschijnlijk een gevolg van temporele verschillen in celmorfologieën veroorzaakt door veranderingen in de lokale omgeving (bv. beschikbaarheid van voedingsstoffen, pH, metabolieten, enz.) tijdens celgroei. Omdat monochrome biofilms consistente morfologieën zouden aangeven, redeneerden we dat het toevoegen van voldoende cellen tegelijk aan het gehele agar-oppervlak alle cellen tegelijkertijd aan dezelfde omgeving zou blootstellen en de gereflecteerde kleur zou synchroniseren. Deze hypothese werd getest door biofilms te vergelijken die waren geïnitieerd met een gelokaliseerd inoculum van 100 µl met die waarbij hetzelfde volume inoculum werd verspreid over de agar met behulp van een celverspreider. (Afb. 3A) Representatieve foto's laten zien dat geïnoculeerde biofilms na 1 dag groei in omgevingsomstandigheden heldergroene irisatie weerspiegelden rond het midden van de plaat, terwijl verspreide biofilms diffuus rood waren over het plaatoppervlak. Na 2 dagen groei leverden beide preparaten een felgroene irisatie op, hoewel verspreide biofilms het hele oppervlak van de agar bedekten. Iridescentie in verspreide biofilms nam na 3 dagen aanzienlijk af. Na verloop van tijd breidden geïnoculeerde biofilms zich uit om het grootste deel van het agar-oppervlak te bedekken (fig. 3B). Daarom verkortte het verspreiden van de cellen zowel de tijd tot optimale irisatie als het gebied van de plaat dat bedekt was met geordende monochromatische bacteriën.

Sinds Kientz et al. toonde aan dat zoutgehalte de kleuring van CECT 8139-biofilms beïnvloedt, DSM 7489-biofilms werden op dezelfde manier getest27 (Fig. 3C). Het medium werd aangevuld met Instant Ocean (BB2/ASW) of Lake Products Sea Salt ASTM D1141-98 (BB2/SS) zeezout analoog. Vergeleken met de verspreide biofilms op BB2/H2O, groei op BB2/ASW en BB2/SS genereerde bijna monochrome kolonies met rode verschuivingen die correleerden met de hoeveelheid zeezoutanalogon die aan de media werd toegevoegd. Aangezien de analogen voornamelijk verschillen in NaCl-concentraties, hebben we getest of het verhogen van de concentratie van NaCl voldoende is om de naar rood verschoven kleuren te genereren door biofilms op BB2/H te laten groeien.2O-platen aangevuld met variërende hoeveelheden NaCl (aanvullende figuur XNUMX). 4A). Toenemende concentraties van NaCl in gelokaliseerde platen leidden tot rood verschoven kleuren, waardoor de eigenschappen van de biofilm exogeen konden worden gemanipuleerd. De banden getoond in Fig. 1 weerspiegelen de reeks van kleuren die kunnen worden gegenereerd door C. lytica biofilms. Hier laten we zien dat dat rood, een vroege kleur op BB2/H2O-agarplaten werden gegenereerd door het zoutgehalte van de groeimedia te verhogen, terwijl blauw werd gegenereerd door de groeiperiode te verlengen. Alles bij elkaar genomen, concluderen we dat het temporele aspect van kleuring is afgeleid van cellulaire reacties op de lokale omgeving.

Figuur 3
figuur 3

Monochrome biofilms. (A) Een vergelijking van geïnoculeerde (i-iii) versus gedispergeerde (iv-vi) biofilms bij omgevingstemperatuur. Verspreide biofilms pieken in monochrome kleur en vullen de plaat na 2 dagen (v). (B) Terwijl geïnoculeerde biofilms gestreepte kleuring ontwikkelen en aanzienlijk meer tijd nodig hebben om het oppervlak te bedekken. (C) Foto's die laten zien dat het verspreiden C. lytica cellen leidt tot monochrome biofilms van verschillende kleuren vermoedelijk door gelijktijdig alle cellen bloot te stellen aan homogene groeiomstandigheden (nutriënten, metabolieten, enz.). Het kleurenbereik is toegankelijk door de groeiperiode te verlengen (i) of het zoutgehalte van het medium te veranderen (ii - v) met behulp van zeewatersimulanten. Effectieve NaCl in recept tussen haakjes. Platen werden gekweekt in omgevingsomstandigheden gedurende de aangegeven tijd. (D) Een grote groene biofilm werd gegenereerd in 3 dagen bij omgevingsomstandigheden door een proportioneel inoculum te verspreiden op het oppervlak van een pan van 41 x 23 cm. (E) Sequentiële toepassing en verspreiding van 50-voudig geconcentreerde aliquots van cultuur vermindert monochrome biofilmvorming tot 24 uur of minder, wat suggereert dat de cellen zich onmiddellijk beginnen te organiseren en dat celdichtheid een belangrijke overweging zal zijn voor industriële productietoepassingen. Platen werden geïncubeerd bij 27 ° C tussen celtoepassingen. Aanvullende proeven weergegeven in aanvullende figuur 4E, F.

Het dispergeren van een proportioneel groter inoculum over een agaroppervlak van 41 cm × 23 cm genereerde een oppervlaktevullende monochrome biofilm na 3 dagen incubatie bij kamertemperatuur, terwijl een gelokaliseerd inoculum leidde tot een beperkt iriserend gebied (Fig. 3D, aanvullend 4B). Om de tijd voor het genereren van monochrome biofilms met een groot oppervlak verder te verkorten, hebben we getest of het vergroten van de cellen in het inoculum leidt tot snellere irisatie. In het bijzonder werden overnachtkweken geconcentreerd voordat de cellen op de agar werden gedispergeerd. De snelheid waarmee irisatie verscheen, correleerde met de vouwconcentratie van het inoculum dat over het oppervlak was verspreid (aanvullend Fig. 4C). Een gelaagde strategie versnelde irisatievorming verder, waarbij 50-voudig geconcentreerde cellen serieel op de agarplaten werden aangebracht (Fig. 3E, aanvullende figuren. 4E, 4F, 5, 6) Met name levendige gele en rode reflecties verschenen vroeg, consistent met de volgorde van kleuren in de geïnoculeerde biofilms waar rood voorbijgaand te zien is in de periferie van de geïnoculeerde plaat, gevolgd door groen. Na 24 uur weerspiegelde de hele plaat groen. Samen laten deze resultaten zien dat cellen zich snel kunnen organiseren in fotonische structuren en dat het aantal cellen een beperkende factor is voor de vorming van iriserende biofilms.

Biofilms opnemen in materialen

Groei op poreuze substraten waaronder kwalitatief filterpapier (Whatman, Grade 2), polyester track-etch-membranen (Sterlitech), katoenweefsel en zijde bovenop voedingsagar werd getest. Mediaretentie en diffusie van voedingsstoffen maakten groei en expansie van biofilm op deze substraten mogelijk. Belangrijk is dat gereflecteerde kleurpatronen vergelijkbaar waren met die van biofilms die direct op de agarplaten waren gegroeid (Fig. 4). Van de geteste substraten werd filtreerpapier geselecteerd voor verder onderzoek vanwege de kwaliteit van de iriserende biofilm, lage substraatkosten en flexibiliteit. Na groei werden papier-geassocieerde biofilms (PAB's) overgebracht naar agar met glutaaraldehyde voor fixatie om irisatie te behouden. Het papier vergemakkelijkte het hanteren van de biofilm tijdens de karakterisering en de daaropvolgende verwerking. Iridescentie van de PAB's ging verloren na drogen, maar werd snel hersteld door toevoeging van water (fig. 4C). PAB's tolereerden meerdere cycli van drogen en rehydratatie met minimaal verlies van irisatie. AFM-beeldvorming van de gefixeerde papieren biofilms bevestigde de kristallijne rangschikking van cellen (aanvullend Fig. 7B).

Figuur 4
figuur 4

Omgevingsgroei van iriserende biofilms op poreuze substraten, inclusief papier, vergemakkelijkt de hantering voor karakterisering en verdere verwerking. (A) C. lytica biofilms werden gekweekt in omgevingsomstandigheden op verschillende poreuze substraten. (B) Whatman 2 filtreerpapier bovenop voedingsagar is een van de vele poreuze substraten die dit mogelijk maken C. lytica om iriserende kolonies te vormen. Net als op agarplaten zijn levende papier-geassocieerde biofilms (PAB's) groen na 3 dagen groei bovenop BB2/H2O-agar (Ai) en rood verschoven wanneer het zoutgehalte toeneemt zoals op BB2/SS (A-ii). (C) PAB's behouden hun kleurenspel na verwijdering uit agar en fixatie met glutaaraldehyde (Bi). Door de gefixeerde PAB's met stikstof te drogen, verliezen ze hun irisatie (B-ii). De structurele kleur wordt echter hersteld na rehydratatie (B-iii). (D) Levende PAB's behouden hun vermogen om te reageren op signalen uit de omgeving. PAB's van BB2/H2O-agar reflecteert meestal groen totdat ze worden verplaatst naar BB2 / SS-platen waar reflecties rood worden verschoven (respectievelijk Ci en C-ii). Evenzo zijn PAB's die afkomstig zijn van BB2/SS-agarplaten rood maar veranderen in groen wanneer ze op BB2/H worden geplaatst2O (respectievelijk C-iv en Cv). In beide gevallen kunnen biofilms terugkeren naar de oorspronkelijke kleur wanneer ze worden teruggebracht naar de oorspronkelijke mediaconditie (C-iii en C-vi). Vaste biofilms vertonen dit dynamische gedrag niet (C-vii en C-viii).

Figuur 5
figuur 5

C. lytica kan worden gebruikt als een iriserende bioinkt. (A) 3D-geprinte ontwerpen bevatten C. lytica werden gegenereerd op agar met behulp van een Allevi 3 Bioprinter-opstelling (Ai tot A-iv). Zoals eerder aangetoond voor verspreide biofilms, verschuift een verhoogd zoutgehalte naar rood C. lytica reflectie van inkt. (Aanvullende afb. 9) (B) SEM-afbeelding van rand van 3D-geprinte biofilm met geordende cellen van de geprinte biofilm. (C, D) C. lytica trek de randen van een papieren sjabloon over (bijvoorbeeld schema in Ci). De rode cirkel op het sjabloonontwerp geeft de plaats van inenting aan. Cellen gedragen zich als een zelfprintende bioinkt om onder omgevingsomstandigheden verschillende patronen te schrijven. (B) Verhoging van de agarconcentratie van 1.0% (C-ii) tot 1.5% (C-iii) verkleint de breedte van de tracering zoals onthuld in Keyence-metingen (C-iv). Dit resultaat suggereert dat glijdende motiliteit wordt gemoduleerd op een manier die de cellen dichter bij het sjabloon opsluit op de agar met hogere concentratie. (D) Aanvullende traceringen laten zien dat BACTracing kan worden gebruikt met vormen van verschillende complexiteit, hoeken en verbindingen. Agar-concentratie kan worden gebruikt om de sporen te beperken wanneer de afstand tussen kenmerken klein is, zoals het geval is bij ingewikkelde patronen zoals het luchtmachtsymbool (aanvullende figuur XNUMX). 6C). (E) Sjabloon van een complex patroon (i) en zijn BACTraced tegenhanger (ii) na fixatie waaruit blijkt dat het iriserende patroon behouden kan blijven.

Levende PAB's (dwz zonder fixatie) behielden hun vermogen om te reageren op omgevingssignalen. Bijvoorbeeld PAB's op BB2/H2O-agarplaten weerkaatsten grotendeels groen totdat ze werden verplaatst naar BB2/SS-platen waar de reflectie rood werd verschoven en vice versa (Fig. 4D). In beide gevallen keerden biofilms terug naar hun oorspronkelijke kleur wanneer ze terugkeerden naar de oorspronkelijke mediaconditie (aanvullende figuur XNUMX). 8A). Deze omkering vond niet plaats wanneer cellen werden gefixeerd met glutaaraldehyde, wat bevestigt dat het vermogen van de levende cellen om te voelen en te reageren nodig was voor de kleurveranderingen. Net als bij de gelokaliseerde en gedispergeerde biofilms, kunnen exogene reagentia zoals penicilline en lysozym via het papieren substraat aan de biofilm worden afgegeven om de eigenschappen van de biofilm te regelen (aanvullend Fig. 8B).

Cellulophaga lytica biofilms als iriserende inkten

Op zoek naar het ontwikkelen van geordende bacteriële inkten op basis van C. lytica, werd een Allevi 3™-bioprinter gebruikt om de cellen in voorgeprogrammeerde patronen te deponeren en Google SketchUp om STL-ontwerpbestanden te maken, variërend van vormen tot letters. Gedrukte kweken behielden de gewenste patronen op BB2/H2O-platen na incubatie en groei bij 27 °C (fig. 5A). De patronen werden ook afgedrukt op BB2/ASW-agarplaten waar een verhoogd zoutgehalte opnieuw rood de kleur verschoof. (Aanvullende afbeelding. 9A) Daaropvolgende SEM-afbeeldingen van de verknoopte biofilms toonden aan dat de bacteriën dicht opeengepakt en geordend waren in de gedrukte vormen (Fig. 5B).

Motiliteit in bacteriodetes is vereist voor het genereren van iriserende biofilms20,30. Confocale beelden van deze studie tonen uitlijning tussen cellen die waarschijnlijk het gevolg zijn van een gerichte stroom van cellen op het agar-oppervlak in combinatie met interface-interacties. Onze hypothese was dat obstakels op het pad van glijdende cellen de richting van de celstroom zouden veranderen en dat deze belemmerende sturing zou kunnen resulteren in een soort "zelfprintende" bacteriële inkt. Om dit idee te testen, werden papieren sjablonen op voedingsagarplaten geplaatst voordat een inoculum aangrenzend aan het papier werd toegevoegd (Fig. 5C, aanvullende afbeelding. 9B) Tijdens de incubatie genereerden de cellen iriserende sporen langs de randen van de sjablonen via een proces dat we bacteriële autonome collectieve tracering noemen (ook bekend als "BACTracing"). BACTracing vond plaats op zowel 1% als 1.5% agarplaten, maar de hogere agarconcentratie leidde tot smallere sporen. Temperatuur heeft ook invloed op de kwaliteit van patronen die worden gegenereerd met BACTracing (aanvullend Fig. 10). Er werden steeds complexere patronen geprint met behulp van een klein aantal inoculatieplaatsen, wat suggereert dat BACTracing een gemakkelijke benadering kan zijn voor geavanceerd printen van levend materiaal (Fig. 5E).

spot_img

Laatste intelligentie

spot_img